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| Impianti dentali | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
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| di Enrico Gherlone, Luigi Paracchini, Leonardo Targetti, Alberto Mascardi, Emilio Balbo, Roberto Grassi. | ||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||||
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| Aspetti biologici Alla luce dei risultati riscontrabili nella letteratura internazionale, circa le cause di fallimento implantare legate ad infiltrazione microbica, sono stati preparati test condotti in laboratorio. Si è cercato quindi di definire una metodica sperimentale ma efficace che fosse in grado di valutare la capacità d'infiltrazione in due diversi tipi connessione impianto-moncone (complessi fixture-abutment, CFA) per una valutazione comparativa dei risultati. Sono stati presi in esame due tipi di CFA, uno a connessione avvitata e una conometrica. Nel pozzetto implantare dei CFA è stata introdotta una coltura microbica mista (figura 4), costituita da: • Staphylococcus aureus (dimensioni 0,5 x 1 mm); • Escherichia coli (dimensioni 1 x 1,6 mm); • Listeria monocytogenes (dimensioni 0,4 x 2 mm); • Pseudomonas aeruginosa (dimensioni 0,5 x 3 mm). Tali ceppi, dei quali alcuni Gram+, altri Gram-, sono stati selezionati in base alle loro differenti dimensioni. Dopo aver effettuato l'inoculo nella camera interna, i CFA sono stati assemblati ed esposti ai raggi UV per la sterilizzazione della superficie esterna al fine di neutralizzare qualunque eventuale residuo di coltura rimasta. Per acquisire dati dettagliati di tipo quantitativo e informazioni precise sulla cinetica di sviluppo degli stipiti microbici utilizzati, si è proceduto secondo la metodica sperimentale di seguito specificata. I CFA (due campioni a connessioni avvitata: PAI e PA2, e due a connessione conometrica: PB1 e PB2) sono stati posti in provette contenenti terreno liquido non selettivo e posti a incubare a 37 °C per: 1, 3, 5 e 22 ore. Ai tempi selezionati è stata determinata la carica batterica totale e in parallelo sono state inoculate microcuvette contenenti brodo nutritivo, successivamente poste in Bioscreen analyzer per 48 ore. In parallelo sono stati allestiti controlli positivi contenenti la coltura microbica mista e controlli negativi costituiti dal medesimo terreno colturale sterile. Ad intervalli di tempo prescelti sono stati effettuati controlli per confermare che l'eventuale sviluppo microbico fosse da ricondurre ai microrganismi inoculati e non a possibili contaminanti. Nella tabella seguente è stata riportata la carica microbica (espressa in u.f.c./ml) nei diversi terreni di coltura e ai tempi selezionati. Dall'analisi dei dati raccolti, è evidente che: • le cariche microbiche ottenute in terreno nutritivo non selettivo (PCA) sono più elevate rispetto a quelle evidenziate nei terreni colturali selettivi (MAC e MSA); • le cariche microbiche più elevate sono state ottenute al tempo più prolungato di permanenza dei CFA in terreno nutritivo; • i CFA avvitati danno luogo a una moltiplicazione batterica notevolmente più consistente rispetto ai CFA a connessione conometrica, anche se la PA2 ha dato una crescita di entità inferiore rispetto alla PA1. In entrambi i casi, le cariche microbiche hanno interessato sia le specie Gram- sia quelle Gram+. Dei due CFA a connessione conometrica, in un caso la crescita batterica è stata completamente assente a 1, 3, 5 e 22 ore, mentre nell'altro campione la crescita compare solo dopo 22 ore di contatto in terreno nutritivo. In tutte le prove effettuate non si sono mai verificati casi di contaminazione batterica accidentale. Quanto riportato in tabella qui sotto è confermato dalla cinetica di crescita microbica riportata nelle figure 5-8 a 1, 3, 5 e 22 ore di permanenza dei CFA in terreno di coltura. crescita microbica dopo 1 ora I CFA avvitati danno luogo ad una moltiplicazione consistente già dopo 10 ore dall'inoculo. L'andamento della curva di crescita decorre parallelo alla curva di controllo positivo alla quale si avvicina nella fase finale (figura 5). è da notare la riproducibilità dei risultati; infatti, le curve di controllo e quelle relative ai CFA avvitati sono pressoché sovrapponibili tra loro. I CFA a connessione conometrica determinano una moltiplicazione batterica solo dopo 19-20 ore e la loro carica risulta sempre decisamente inferiore a quella del controllo positivo e dei CFA a connessione avvitata. Importante rilevare che di ciascuna coltura l'inoculo è stato ripetuto più volte, per verificarne l'attendibilità del risultato e provarne l'effettiva riproducibilità. crescita microbica dopo 3 ore L'andamento grafico dei CFA avvitati è analogo al precedente (figura 6): la coltura di arricchimento dei CFA avvitati si sviluppa dopo 10-12 ore, mentre per quanto riguarda i conometrici risulta evidente la completa assenza di carica microbica in tutte le repliche effettuate. Anche qui è da porre l'accento circa la riproducibilità dei risultati nell'inoculo (curve di controllo e curve dei CFA avvitati pressoché sovrapponibili tra loro; per i CFA conometrici assenza di carica microbica in tutte le prove). crescita microbica dopo 5 ore I CFA avvitati determinano uno sviluppo della coltura di arricchimento dopo 10 ore con crescita piuttosto consistente e alla fine di entità quasi corrispondente a quella della coltura di controllo (figura 7). I CFA conometrici determinano uno sviluppo della coltura dopo 18 ore con crescita comunque inferiore rispetto a quella dei CFA avvitati. Si riscontra una riproducibilità dei risultati e una garanzia d'attendibilità delle prove effettuate. crescita microbica dopo 22 ore Mentre i CFA avvitati determinano uno sviluppo della coltura di arricchimento dopo 21 ore con crescita piuttosto rapida, quelli conometrici fanno registrare uno sviluppo dopo 32 ore con una crescita che, sebbene piuttosto rapida, rimane comunque inferiore a quella determinata dai CFA avvitati (figura 8). La garanzia d'attendibilità dei risultati è evidenziata dalla riproducibilità delle prove della serie effettuata. La tecnica utilizzata ha dato prova della sua validità, perché i risultati sono stati ripetibili tenendo conto della deviazione standard, che i controlli positivi e negativi hanno dato risposte adeguate, e che non si sono mai verificate contaminazioni microbiche. Va tenuto conto che le condizioni operative presenti risultavano estremamente più favorevoli alla crescita microbica rispetto alle condizioni reali "in vivo", in quanto è stato utilizzato un terreno colturale di arricchimento. Inoltre, la crescita dei germi non è stata ostacolata, come fisiologicamente avviene, dalla presenza d'enzimi, da detersione meccanica o da fenomeni di competizione tra microrganismi anche di categorie diverse. La carica batterica fuoriuscita dalle connessioni avvitate e la cinetica di riproduzione sono risultate decisamente elevate in entrambi gli impianti avvitati esaminati e di poco inferiori a quella del controllo positivo. Questo dato trova conferma nell'elevato gap (150-180 mm) esistente tra impianto e moncone. In letteratura non sono stati ancora definiti i parametri standard di accettabilità delle discrepanze tra sovrastruttura e impianto; si oscilla infatti dai 150 mm proposti da Yanase et al. ai soli 30 mm definiti da York et al. Tale fissurazione consente un agevole passaggio di microrganismi (di dimensioni comprese tra 1.1 e 6 mm) tra interno ed esterno degli impianti, come già dimostrato in letteratura. Quirynens, sempre valutando impianti brånemark, dimostrò in vitro un consistente passaggio di germi dalla superficie interna a quella esterna dei CFA. Persson, rimuovendo 28 impianti brånemark falliti in 10 pazienti, trovò sulla loro superficie interna un'alta carica microbica causata da contaminazione accidentale durante l'inserimento oppure da infiltrazione di microrganismi dal cavo orale, senza correlazione con stabilità e tipo di moncone. La carica batterica fuoriuscita dalle connessioni conometriche è risultata esigua o nulla rispetto alle connessioni avvitate, e la cinetica di rigenerazione rallentata rispetto al controllo, nonostante il terreno d'arricchimento nel quale erano immerse. Questo dato trova conferma nel minimo gap (1-3 mm), riscontrato tra abutment e fixture, che rende estremamente disagevole il passaggio microbico nei due sensi. Appare evidente dalle ricerche consultate che l'obiettivo futuro, da questo punto di vista, non possa che essere la riduzione quanto pi&ug Hubertus, studiando impianti a connessione conometrica, evidenziò quanto fosse importante la presenza di un gap contenuto per il delicato attacco epiteliale. Bucley rilevò che il buono stato di salute dei tessuti molli attorno agli impianti conometrici era correlato alla buona compatibilità tra essi e il parodonto. Richard in un lavoro pubblicato a metà degli anni '90 dichiarò che ogni divario tra impianto e moncone e tra moncone e protesi costituisce un serbatoio microbico capace di reinfettare il solco perimplantare. rave; efficace possibile di tale gap, seppure impossibile da eliminare. Infatti, sebbene non esista un'associazione causale tra tipo di flora e fallimento implantare, è universalmente riconosciuto che un'elevata carica batterica sia la causa d'infiammazione parodontale e del riassorbimento osseo perimplantare riscontrabile a un anno. Lo stato di malattia e salute dei tessuti perimplantari è indotto dalle stesse variazioni di flora batterica che avvengono nei medesimi tessuti attorno ai denti naturali. Il cavo orale è un ambiente settico per definizione, ma in presenza di una carica batterica non elevata (paragonabile a quella fisiologica), l'organismo riesce ad attuare meccanismi di difesa umorali e meccanici che mantengono in salute i tessuti perimplantari. In assenza di flogosi, la mucosa perimplantare si copre di tessuto ortocheratinizzato denso di fibre collagene che decorrono parallele alla superficie implantare, fungendo da barriera meccanica nei confronti della penetrazione batterica tra il parodonto e le pareti esterne dell'impianto. In caso contrario, sono indotte variazioni tessutali che compromettono la presenza e la funzione della barriera mucosa perimplantare cui segue parodontite e riassorbimento osseo angolare che può essere causa della perdita dell'impianto stesso. I risultati emersi dalle valutazioni sugli impianti a connessione conometrica appaiono, quindi, particolarmente indicativi alla luce di quanto riportato in letteratura per l'ulteriore riduzione della percentuale degli insuccessi in campo implantoprotesico. Risultati della sperimentazione 
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PCA: Plate Count Agar (terreno di coltura non selettivo, che consente lo sviluppo della stragrande maggioranza delle specie batteriche); MCA: Mac Conkey Agar (terreno di coltura selettivo per le specie batteriche Gram-, e differenziale, consentendo esso una buona discriminazione su base morfologica delle stesse); MSA: Mannitol Salt Agar (terreno di coltura selettivo e differenziale, particolarmente favorevole per lo sviluppo e la differenziazione degli stafilococchi); ** Sviluppo microbico confluente su tutta la piastrina di semina, di cui non risultava pertanto possibile valutare una carica, sia pure approssimativa |
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